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May 28, 2024

Características del tejido vegetal de Miscanthus x giganteus.

Datos científicos volumen 9, Número de artículo: 308 (2022) Citar este artículo 674 Accesos Detalles de métricas Como parte de un estudio que identifica relaciones entre variables ambientales e insectos

Datos científicos volumen 9, número de artículo: 308 (2022) Citar este artículo

674 Accesos

Detalles de métricas

Como parte de un estudio que identifica las relaciones entre las variables ambientales y la distribución de insectos dentro de un cultivo bioenergético, en octubre de 2016 se recolectaron muestras de miscanthus gigante (Miscanthus x giganteus) en 33 ubicaciones dentro de un campo en el sureste de Georgia, EE. UU. En cada ubicación, se recolectó una muestra de planta cada 3 a 4 m a lo largo de un transecto de 15 m, lo que resultó en 5 réplicas por ubicación de muestreo. Las muestras de plantas se separaron en hojas y tallos, se secaron y se molieron. La composición química del material molido se evaluó midiendo el carbono y el nitrógeno totales, los macro y micronutrientes totales (aluminio, arsénico, boro, calcio, cadmio, cobalto, cromo, cobre, hierro, potasio, magnesio, manganeso, molibdeno, sodio, níquel, fósforo, plomo, azufre, selenio, silicio, titanio, vanadio y zinc) utilizando plasma acoplado inductivamente con espectroscopía de emisión óptica (ICP-OES), y características ópticas de la materia orgánica extraíble en agua (WEOM) utilizando UV-Visible y Espectroscopia de matriz de emisión de excitación y emisión de fluorescencia (EEM). Este conjunto de datos será útil para identificar las relaciones entre la composición química de los tejidos de miscanthus gigante y la distribución de plagas dentro de un campo de cultivo bioenergético.

Mediciones)

composición química del tejido vegetal

Tipo(s) de tecnología

plasma acoplado inductivamente con espectroscopia de emisión óptica • espectroscopia UV-Visible y fluorescencia

Característica de la muestra: organismo

Miscanthus x giganteus

Característica de la muestra: entorno

campo de cultivo de bioenergía

Característica de la muestra: ubicación

Estados Unidos

Miscanthus x giganteus (o miscanthus gigante) es una hierba perenne que se utiliza cada vez más como materia prima para bioenergía1. En Estados Unidos, el uso de miscanthus gigante ha aumentado a medida que los productores buscan alternativas productivas como bioalimento al maíz (Zea mays)2 que sean más adecuadas para plantar en tierras marginales3. Sin embargo, al tratarse de un cultivo relativamente nuevo, sólo tenemos conocimientos preliminares sobre las plagas de insectos del miscanthus gigante, incluidos los factores que provocan las infestaciones y las respuestas de las plantas. Por lo tanto, se llevó a cabo un estudio en Georgia, EE. UU., en 2015 y 2016 para obtener más información sobre la dinámica entre las plagas de insectos, las plantas de miscanthus gigantes y las características más amplias del campo4. Este trabajo demostró que la velocidad del viento, la salud de las plantas y los suelos son factores importantes que influyen en el número de insectos que se alimentan del floema, pero que pueden variar en el espacio y el tiempo. El conjunto de datos descrito aquí se basa en un conjunto de datos anterior5 para proporcionar características químicas detalladas de los tejidos de plantas de miscanthus gigantes asociados con los estudios descritos por Coffin et al.3,4. Estos datos serán útiles para los investigadores centrados en mejorar el conocimiento sobre las relaciones entre las comunidades de artrópodos en el miscanthus gigante descrito anteriormente y las características del tejido vegetal del miscanthus gigante descritas aquí.

Durante un estudio realizado en 2016, se recolectaron muestras de tejido de hojas y tallos de miscanthus gigante en 33 ubicaciones dentro de un campo, ubicadas junto con esfuerzos de recolección de artrópodos contemporáneos (Fig. 1). Las prácticas de manejo de campo fueron descritas previamente por Coffin et al.3,4. Después de completar la campaña de recolección de artrópodos4, se marcaron parcelas circulares (r ≈ 8 m) centradas en cada lugar de muestreo y se recogió la cosecha en las áreas circundantes. Luego, la recolección de tejido vegetal aéreo se realizó el 12 de octubre de 2016 a lo largo de un transecto de 15 m centrado en los lugares de muestreo no perturbados, donde se recolectó una muestra cada ~3,75 m, proporcionando 5 submuestras o “repeticiones” por parcela circular.

Mapa de lugares de recolección de datos de Miscanthus x giganteus. Panel central: mapa de ubicaciones de muestreo de tejidos vegetales4. Panel superior izquierdo: ubicación general del estudio en TyTy, GA, indicada por una estrella verde. Panel inferior derecho: diagrama de transectos típicos de 15 m (línea roja centrada, en gris y que se extiende a lo largo de cada parcela circular), que muestra las ubicaciones de los puntos de recolección de muestras (cruces negras) cada ~3,75 m a lo largo del transecto.

Las ubicaciones de muestreo se establecieron, marcaron y registraron en junio de 2016, utilizando un receptor del sistema de navegación global por satélite (GNSS) Trimble Geo7X que utiliza la corrección cinemática en tiempo real (RTK) Trimble® VRS Now. Las precisiones de ubicación se verificaron dentro de ±2 cm. Los puntos se importaron a una geodatabase utilizando Esri ArcMap (licencia avanzada, versión 10.5) y se proyectaron utilizando la proyección Universal Transverse Mercator (UTM), Zona 17 Norte, con el datum norteamericano de 1983 (NAD83). Los investigadores de campo navegaron hasta las ubicaciones marcadas ubicándolas visualmente en el campo o utilizando receptores GNSS de grado recreativo con las ubicaciones almacenadas como puntos de referencia.

Miscanthus x giganteus crece en grupos de cañas parecidas al bambú. Se cortó una sola caña al nivel del suelo de cada uno de los cinco puntos de recolección de muestras en cada parcela circular, se etiquetó individualmente y se llevó al laboratorio para su procesamiento (Fig. 2). Cada tallo se midió desde el corte en la base hasta el último nudo de la hoja y se registró la longitud. Se cortaron hojas verdes completamente expandidas de cada tallo y las hojas y los tallos de cada planta se colocaron en bolsas de papel separadas y se secaron a 60 °C. Los tejidos secos de hojas y tallos se trituraron para pasar una criba de 1 mm (Wiley Mill Model 4, Thomas Scientific, Swedesboro, Nueva Jersey, EE. UU.). Se analizaron submuestras del material molido para determinar el carbono total (C) y el nitrógeno (N), se digirieron con ácido para el análisis de macro y micronutrientes totales y se extrajeron con agua para el análisis espectroscópico y la caracterización de la materia orgánica extraíble en agua (WEOM). ) (Figura 2).

Imágenes de muestras de campo y diagrama de procesamiento de tejidos vegetales. Panel central: diagrama de flujo que describe los procedimientos para el procesamiento de tejidos vegetales, los tipos de análisis realizados y el tipo de datos generados. Panel superior izquierdo: imagen a nivel del suelo de parcelas circulares de Miscanthus x giganteus. Panel superior derecho: algunas muestras de plantas el día de la recolección.

Se analizó el contenido total de C y N del material de hojas y tallos secos y molidos (~4–6 mg) mediante combustión (Vario EL III, Elementar Americas Inc., Mt. Laurel, Nueva Jersey, EE. UU.). El instrumento fue calibrado utilizando un estándar de ácido aspártico (36,08% C ± 0,52% y 10,53% N ± 0,18%). La validación mediante la inclusión de dos muestras de ácido aspártico como controles en cada carrusel de muestreador automático (80 pocillos) dio como resultado un sesgo positivo neto de 1,44 y 1,68 % para C y N, respectivamente. Las concentraciones medias de C y N y las desviaciones estándar para el conjunto de muestras se presentan en la Tabla 1.

Se analizaron muestras de tejido vegetal para detectar un conjunto de macro y micronutrientes que incluyen aluminio (Al), arsénico (As), boro (B), calcio (Ca), cadmio (Cd), cobalto (Co), cromo (Cr) y cobre. (Cu), hierro (Fe), potasio (K), magnesio (Mg), manganeso (Mn), molibdeno (Mo), sodio (Na), níquel (Ni), fósforo (P), plomo (Pb), azufre (S), selenio (Se), silicio (Si), titanio (Ti), vanadio (V) y zinc (Zn) utilizando plasma acoplado inductivamente con espectroscopía de emisión óptica (ICP-OES). Las muestras (0,5 g) se digirieron utilizando 10 ml de ácido nítrico (HNO3) de calidad traza metálica en un sistema de digestión por microondas (Mars 6, CEM, Matthews, Carolina del Norte, EE. UU.). Durante el procedimiento de digestión (Método de material vegetal CEM Mars 6), la temperatura del horno se aumentó de temperatura ambiente a 200 °C en 15 minutos y se mantuvo a 200 °C durante 10 minutos. El límite de presión de los recipientes de digestión se fijó en 800 psi aunque no se controló durante los experimentos individuales. Los digestatos de muestra se transfirieron cuantitativamente a tubos de centrífuga, se diluyeron a 50 ml con HNO3 al 2 % (preparado con agua desionizada de laboratorio) y se centrifugaron a 2500 rpm durante 10 minutos (centrífuga Sorvall ST8, Thermo Fisher Scientific, San José, California, EE. UU.). . Los digestatos se decantaron en tubos de centrífuga limpios y se analizaron utilizando un iCAP 7400 ICP-OES Duo equipado con un detector de dispositivo de inyección de carga (Thermo Fisher Scientific, San José, California, EE. UU.). Se aspiró una alícuota de la muestra digerida del tubo de centrífuga utilizando un muestreador automático CETAC ASX-520 (Teledyne CETAC Technologies, Omaha, Nebraska, EE. UU.) y se pasó a través de un nebulizador de tubo concéntrico. Luego, el aerosol resultante se barrió a través del plasma usando argón como gas portador con un caudal de 0,5 l/min y un caudal de gas nebulizador de 0,7 l/min. Los macro y micronutrientes se cuantificaron mediante el seguimiento de las longitudes de onda de emisión (Em λ) informadas en la Tabla 2.

El WEOM de las hojas y tallos de miscanthus gigante se aisló extrayendo el material vegetal con agua desionizada a temperatura ambiente6. Las extracciones de agua se realizaron mezclando ~0,2 g de hojas y tallos secos molidos con 100 ml de agua desionizada en botellas Nalgene marrones prelavadas de 125 ml. Todas las botellas marrones de Nalgene utilizadas para estas extracciones se lavaron previamente sumergiéndolas durante 24 horas en una solución de ácido clorhídrico al 10 %, seguidas de 24 horas en una solución de hidróxido de sodio al 10 % y un enjuague minucioso con agua desionizada. Los frascos que contenían la solución de extracción se agitaron en un agitador orbital a 180 rpm durante 24 horas. El extracto se filtró al vacío usando filtros de fibra de vidrio de 0,45 µm (GF/F, Whatman) en botellas Nalgene marrones de 60 ml prelavadas. Los extractos acuosos filtrados que contenían el WEOM se almacenaron en la oscuridad en un refrigerador (4 °C) hasta su análisis mediante espectroscopía UV-Visible y fluorescencia. Las muestras se inspeccionaron visualmente justo antes del análisis para garantizar que no se hubieran formado coloides ni precipitados durante el almacenamiento. Las muestras que se habían vuelto visualmente turbias se volvieron a filtrar.

El día del análisis, los extractos acuosos se sacaron del refrigerador y se dejaron calentar a temperatura ambiente. Las características químicas del WEOM se evaluaron mediante el análisis de las propiedades ópticas en un espectrofluorómetro Aqualog (Horiba Scientific, Nueva Jersey, EE. UU.) equipado con una lámpara de arco de xenón de salida continua de 150 W. Los escaneos de la matriz de excitación-emisión (EEM) se adquirieron en una cubeta de cuarzo de 1 cm con longitudes de onda de excitación (Ex λ) escaneadas utilizando un monocromo de doble rejilla de 240 a 621 nm a intervalos de 3 nm. Se escanearon longitudes de onda de emisión (Em λ) de 246 a 693 nm a intervalos de 2 nm y los espectros de emisión se recogieron utilizando un detector de dispositivo acoplado de carga (CCD). Todos los espectros de fluorescencia se adquirieron en el modo de relación de muestra sobre referencia para tener en cuenta las posibles fluctuaciones y la dependencia de la longitud de onda de la salida de la lámpara de excitación. Las muestras se corrigieron por el efecto del filtro interno7 y cada muestra de EEM se sometió a una sustracción espectral con un blanco de agua desionizada para eliminar los efectos debidos a la dispersión Raman. Se aplicó un enmascaramiento de Rayleigh para eliminar las intensidades de la señal tanto para las líneas de Rayleigh de primer como de segundo orden. El software Aqualog corrigió automáticamente el sesgo del instrumento relacionado con las eficiencias dependientes de la longitud de onda de los componentes ópticos del instrumento específico (rejillas, espejos, etc.) después de cada adquisición espectral. Las intensidades de fluorescencia se normalizaron con respecto al área bajo el pico Raman de agua recopilada en cada día de análisis y se expresan en unidades de intensidad normalizadas Raman (RU). Todo el procesamiento de EEM de la muestra se realizó con el software Aqualog (versión 4.0.0.86).

Los datos ópticos obtenidos de los escaneos EEM se utilizaron para calcular varios índices representativos de la composición química de WEOM (Tabla 3), incluida la absorbancia a 254 nm (Abs254), la relación de absorbancia de 254 a 365 nm (Abs254:365), la relación de la absorbancia de 280 a 465 nm (Abs280:465), la relación de pendiente espectral (SR), el índice de fluorescencia (FI), el índice de humificación (HIX), el índice biológico (BIX) y el índice de frescura (β :α). La SR se calculó como la relación de dos regiones de pendiente espectral de los espectros de absorbancia (275–295 y 350–400 nm)8. El FI se calculó como la relación de las intensidades de emisión en Em λ 470 y 520 nm, en un Ex λ de 370 nm9. El HIX se calculó dividiendo la intensidad de emisión en la región de 435 a 480 nm por la suma de las intensidades de emisión en las regiones de 300 a 345 y 435 a 480 nm, a un Ex λ de 255 nm10. El BIX se calculó como la relación de intensidades de emisión a 380 y 430 nm, a un Ex λ de 310 nm11. El índice de frescura β:α se calculó como la intensidad de emisión a 380 nm dividida por la intensidad máxima de emisión entre 420 y 432 nm, a un Ex λ de 310 nm12. Para caracterizar mejor el miscanthus gigante WEOM, también se identificó la intensidad de la fluorescencia en pares específicos de excitación-emisión. Los picos de fluorescencia identificados aquí se han informado previamente para muestras de agua superficial y extractos de agua13 e incluyen el pico A (Ex λ 260, Em λ 450), el pico C (Ex λ 340, Em λ 440), el pico M (Ex λ 300, Em λ 390), pico B (Ex λ 275, Em λ 310) y pico T (Ex λ 275, Em λ 340). En la Tabla 3 se proporciona una breve descripción de estos índices ópticos.

Los registros de datos incluyen mediciones de la composición química de hojas y tallos de miscanthus gigante y caracterización WEOM. Cada registro de datos incluye información de identificación sobre su número de muestra, ubicación de la parcela circular, número de réplicas, coordenadas de latitud y longitud, y si la muestra se tomó de tejidos de hojas o tallos. Las mediciones de la composición química incluyen los macro y micronutrientes totales descritos anteriormente, con los valores MDL correspondientes, las concentraciones de nutrientes con valores MDL mostrados donde los valores verdaderos fueron menores que el MDL y los valores de concentración verdaderos para cada nutriente. Se proporciona el peso seco de cada muestra y las concentraciones de C y N se proporcionan como porcentaje del peso seco. Para los tallos, se proporciona la longitud. A continuación se realizan mediciones espectroscópicas para cada registro, incluida la absorbancia a 254 nm (Abs254), las relaciones de absorbancia a 254 y 365 nm (Abs254:365) y a 280 y 465 nm (Abs280:465), la relación de pendiente espectral (SR ), el índice de fluorescencia (FI), el índice de humificación (HIX), el índice biológico (BIX), el índice de frescura (β:α) y los picos de intensidad de fluorescencia A, C, M, B y T.

Los registros de datos se archivan en el repositorio Ag Data Commons de la Biblioteca Nacional Agrícola del USDA y están disponibles públicamente14. Los archivos de datos incluyen versiones idénticas de los datos en dos formatos: un archivo .xlsx y un archivo .xml. Un archivo data Dictionary.txt proporciona metadatos para la versión.xml, mientras que en .xlsx se incluye una pestaña de metadatos idéntica.

Los datos espectroscópicos sin procesar están disponibles como archivos .dat del autor correspondiente previa solicitud.

Todos los recipientes de digestión se limpiaron entre lotes con agua y jabón, seguido del método CEM Xpress Clean y un enjuague minucioso con agua desionizada. Para establecer la capacidad de digestión y el rendimiento básico del sistema de digestión por microondas, se digirió por duplicado un material de referencia certificado de harina de soja (CRM-SBM-S, High Purity Standards, North Charleston, Carolina del Sur, EE. UU.) con cada lote (40 muestras por lote). ) y se calculó el porcentaje de recuperación promedio para todos los macro y micronutrientes. Todos los nutrientes se recuperaron con menos del 10 % de error y el porcentaje de recuperación osciló entre el 95 % para Al y el 109 % para Ca, Fe, Mg y Mo. Para evaluar y visualizar la precisión de los análisis de digestión y PIC, se realizó una comparación. entre las concentraciones de nutrientes verdaderas certificadas del CRM de harina de soja (informadas en el certificado de análisis) y las concentraciones de nutrientes medidas del CRM (Fig. 3). Las bajas desviaciones estándar observadas entre las concentraciones verdaderas y medidas indican la exactitud y precisión de los procedimientos de digestión y PIC.

Comparación entre las concentraciones de nutrientes reales y medidas del CRM de harina de soja. Panel izquierdo: rango completo de concentraciones de los nutrientes cuantificados. Panel derecho: una expansión que muestra el rango de baja concentración de los nutrientes cuantificados.

Todos los estándares utilizados para la calibración del ICP se prepararon gravimétricamente y las concentraciones de nutrientes se determinaron en mg/kg (ppm). Se ejecutó una curva de calibración al comienzo de cada secuencia de ICP con rangos de calibración de 0,001 mg/kg a 100 mg/kg. Debido a las concentraciones variables en las muestras, algunos nutrientes requirieron puntos de calibración bajos (S, Se, Si y V) y altos (B, Cd, Co, Cr, Mo, Ni, Pb, Se, Ti, V y Zn). . Las muestras se procesaron con estándares de verificación de calibración de 1 y 10 ppm que se agregaron a la secuencia para monitorear la estabilidad y precisión de la calibración. Se realizaron análisis duplicados del CRM de harina de soja con cada secuencia de instrumentos para monitorear la exactitud y precisión.

Se calculó un MDL basado en blancos como la media del blanco más t veces la desviación estándar de todos los blancos digeridos y analizados para este estudio. El mayor entre el MDL basado en blanco y el punto de calibración bajo se multiplicó por el factor de dilución de cada muestra para generar límites de detección precisos y específicos de la muestra para cada analito.

Aunque las mediciones ópticas son simples y directas, pueden verse afectadas por muchas variables, como inconsistencias en la preparación de la muestra (p. ej., tamaño de poro del filtro, almacenamiento y conservación de la muestra), en la corrección de interferencias (p. ej., dilución de la muestra, correcciones del filtro interno), y en el tratamiento de la deriva del instrumento (intensidad de la lámpara). El conjunto de datos ópticos aquí presentado se obtuvo siguiendo un procedimiento estandarizado y documentado para el funcionamiento del espectrofluorómetro Aqualog para garantizar que las mediciones ópticas recopiladas sean útiles y ampliamente comparables15. Cada día de análisis de muestras, el instrumento se calentó durante 1 hora antes del primer escaneo. Las horas de lámpara se registraron tan pronto como se encendió el instrumento. Debido a que la lámpara se degrada con el tiempo, se reemplaza anualmente de manera rutinaria, independientemente de las horas de funcionamiento (el fabricante recomienda cambiar la lámpara después de 1000 horas de uso). Siempre se usaron guantes al manipular las cubetas y las muestras. Todos los blancos de laboratorio y diluciones de muestras se prepararon con agua desionizada (resistencia de 18,2 MΩ, ≤ 5 ppb de C orgánico total) producida con un sistema de purificación de agua Milli-Q Advantage A10 (Millipore Sigma, Burlington, Massachusetts, EE. UU.). Para evitar la contaminación de la muestra debido a la penetración bacteriana de los lechos de resina, el C activado y los filtros, el sistema de purificación de agua utilizado en el laboratorio se mantuvo y monitoreó con frecuencia para determinar el C de fondo y el crecimiento bacteriano. La cubeta se enjuagó entre cada muestra con abundante agua desionizada.

Para rastrear y mantener el rendimiento del instrumento, se realizaron dos experimentos de validación en cada día de análisis: el escaneo de validación de excitación y el escaneo de calibración de emisión y relación señal-ruido Raman del agua. La exploración de validación de excitación se utilizó para verificar el rendimiento de la lámpara y la posición del pico a 467 ± 1 nm. El escaneo de calibración de emisión y señal Raman del agua examina la calibración de longitud de onda del detector CCD y consiste en el escaneo de emisión de la banda de dispersión Raman del agua15. Este escaneo se usó para verificar la ubicación del pico del Raman de agua a 397 ± 1 nm y el área del pico Raman se usó para normalizar las señales de fluorescencia, produciendo datos que se pueden comparar entre instrumentos. Se analizaron múltiples blancos de laboratorio (6 a 9) en cada día de análisis para obtener la señal asociada con el instrumento, la cubeta y el agua desionizada en ausencia de WEOM fluorescente. Los blancos diarios se restaron del conjunto analítico realizado el mismo día.

Las mediciones ópticas de muestras altamente concentradas pueden estar sujetas a errores de medición, como efectos de filtro interno7. Se ha descubierto que el efecto del filtro interno es lineal y corregible para muestras de agua natural cuando el Abs254 está entre 0,03 y 0,3 unidades de absorbancia (AU) cuando se mide en una cubeta de 1 cm10,16. Para estandarizar el procedimiento de corrección utilizado para este conjunto de datos, las muestras WEOM se analizaron inicialmente en concentración total y se registró el Abs254. Si el Abs254 excedía las 0,3 AU, la muestra se diluía a una concentración en la que el Abs254 estaba en el rango de 0,3 a 0,3 AU y se aplicaban correcciones para el efecto del filtro interno.

En relación con los datos de macro y micronutrientes: para determinar qué registros de concentración son inferiores al MDL correspondiente, se puede realizar una comparación de los campos XX_Conc_MDL y XX_Conc_True, donde los registros afectados son verdaderos cuando XX_Conc_True es menor que XX_Conc_MDL (XX es el nombre del elemento ).

Los datos están listos para usarse con un sistema de información geográfica (SIG), donde las coordenadas de longitud y latitud se proyectan como se indicó anteriormente. Dado que las ubicaciones exactas de los puntos de muestreo a lo largo de los transectos no se midieron en el campo, se recomienda a los usuarios considerar los valores replicados como pertenecientes al área de la parcela circular (r ≈ 8 m) en el único lugar de muestreo proporcionado por las coordenadas.

No se utilizó ningún código personalizado para la generación o análisis de estos datos.

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Descargar referencias

Esta investigación fue financiada por el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos-Servicio de Investigación Agrícola (USDA-ARS), Programa Nacional 211, Disponibilidad de agua y gestión de cuencas hidrográficas, Proyecto n.º 6048-13000-026-00D. Esta investigación es una contribución de la red Long-Term Agroecosystem Research (LTAR), apoyada por el USDA. Los autores agradecen la asistencia de los siguientes técnicos de investigación del Laboratorio de Investigación de la Cuenca del Sureste del USDA-ARS: Sally Belflower, Rex Blanchett, Lorine Lewis, Josie McCully, Josh Moore, Coby Smith y Margie Whittle.

USDA-ARS, Laboratorio de Investigación de Cuencas del Sureste, Tifton, GA, EE. UU.

Oliva Pisani, Dan Liebert, Timothy C. Strickland y Alisa W. Coffin

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OP, TCS y AWC conceptualizaron y diseñaron la investigación; OP, DL, TCS y AWC realizaron los experimentos y recopilaron los datos; OP, DL, TCS y AWC procesaron, resumieron y seleccionaron los datos; OP, DL, TCS y AWC escribieron el borrador inicial del manuscrito; OP y AWC revisaron y revisaron el manuscrito.

Correspondencia a Oliva Pisani.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Pisani, O., Liebert, D., Strickland, TC y col. Características del tejido vegetal de Miscanthus x giganteus. Datos de ciencia 9, 308 (2022). https://doi.org/10.1038/s41597-022-01424-0

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Recibido: 07 de octubre de 2021

Aceptado: 23 de mayo de 2022

Publicado: 15 de junio de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41597-022-01424-0

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